Chlorheksydyna – jeden z powszechnie stosowanych antyseptyków

Chlorhexidine – one of the most widely used antiseptic. Part I: chemical and biological properties

mgr Ewa Bocian

prof. dr hab. Stefan Tyski

Streszczenie

Związkiem szeroko stosowanym w antyseptyce od ponad 50 lat jest chlorheksydyna (CHX) należąca do grupy biguanidyn – związków powierzchniowo czynnych. W preparatach dezynfekcyjnych znalazły zastosowanie sole CHX, takie jak: glukonian, octan i chlorowodorek, których rozpuszczalność w wodzie jest różna. Aktywność CHX zależy od wartości pH środowiska oraz obecności substancji organicznych. Chlorheksydyna wykazuje silne działanie biobójcze wobec bakterii Gram(+), słabsze wobec bakterii Gram(–), nie wykazuje działania bójczego wobec prątków gruźlicy. W stosunku do form przetrwalnikowych CHX działa jedynie w podwyższonej temperaturze. Wrażliwość drożdży i dermatofi tów na ten związek jest zbliżona do wrażliwości komórek wegetatywnych bakterii. Niektóre wirusy lipofi lne ulegają inaktywacji pod wpływem działania chlorheksydyny, natomiast wirusy hydrofilne pozostają oporne na ten związek. Chlorheksydyna charakteryzuje się niewielką szkodliwością i nie wykazuje działania toksycznego.

Summary

One of the most widely used compounds in antiseptic products, for more than 50 years, is chlorhexidine (CHX), which belongs to biguanides group – surface-active agents. The preparations for disinfection contain CHX salts such as: gluconate, acetate and hydrochloride, differ of the salts water solubility. CHX activity depends on the pH of the environment and the presence of organic substances. Chlorhexidine has strong biocidal activity against Gram-positive bacteria, weaker activity against Gramnegative bacteria, and is inactive against mycobacteria. It is active against bacterial spores only in elevated temperatures. Susceptibility of yeasts and dermatophytes is similar to the sensitivity of vegetative cells of bacteria. The infectivity of some lipophilic viruses is rapidly inactivated by chlorhexidine, but hydrofi lic viruses remain resistant. Chlorhexidine is well tolerated and shows no toxicity.

Słowa kluczowe/Key words

antyseptyki, chlorheksydyna, aktywność biobójcza

antiseptics, chlorhexidine, biocidal activity

Związki o aktywności przeciwdrobnoustrojowej występujące jako substancje czynne preparatów antyseptycznych możemy zasadniczo zaliczyć do różnych grup: alkoholi, związków utleniających (w tym jodoforów), czwartorzędowych związków amoniowych czy biguanidyn – związków powierzchniowo czynnych [1]. Do tej ostatniej grupy należy jeden z najszerzej stosowanych związków w antyseptyce: chlorheksydyna (CHX). Obecnie przyjęta nazwa chemiczna tego związku to chloroheksydyna, jednakże w piśmien­nictwie polskim częściej stosuje się nazwę zwyczajową – chlorheksydyna. Związek ten po raz pierwszy zsyntetyzowano w Anglii w roku 1950 w firmie Imperial Chemical Industries (obecnie AkzoNobel) [2]. Cząsteczka chlorheksydyny jest zbudowana z dwóch symetrycznie umieszczonych 4-chlorofenolowych pierścieni i dwóch guanidynowych grup centralnie połączonych łańcuchem heksametylenowym (ryc. 1) [2, 3].

Kationowa cząsteczka CHX swą aktywność zawdzięcza pojedynczym atomom chloru przy obu pierścieniach fenolowych. Jest silną zasadą praktycznie nierozpuszczalną w wodzie, a rozpuszczalność w wodzie soli powstałych w wyniku reakcji z kwasami jest bardzo różna. W najnowszym wydaniu Farmakopei Polskiej VIII (FP) zamieszczono monografie soli chloroheksydyny: dioctanu, diglukonianu roztworu i dichlorowodorku [4]. Związki te znalazły zastosowanie w preparatach dezynfekcyjnych. W wielu publikacjach i języku potocznym nazwy soli chlorohek­sydyny są upraszczone do: chlorowodorek, octan czy glukonian chlorheksydyny. CHX występuje również w postaci innej soli, która nie została ujęta w FP – fosfonianu. Związkiem CHX najczęściej stosowanym w preparatach dezynfekcyjnych jest glukonian (CHG). Chlorheksydyny glukonianu nie udało się otrzymać w postaci stałej, produkowany jest jako 20% roztwór wodny (wyższe stężenie wykazuje zbyt dużą lepkość) [2]. Jest prawie bezbarwną lub jasnożółtą cieczą. Substancja miesza się z wodą, a także miesza się nie więcej niż z trzema częściami acetonu i nie więcej niż z pięcioma częściami etanolu (96%). Chlorheksydyny octan jest białym lub prawie białym mikrokrystalicznym proszkiem. Substancja jest dość trudno rozpuszczalna w wodzie, rozpuszczalna w etanolu (96%), trudno rozpuszczalna w glicerolu i glikolu propylenowym. Chlorheksydyna w postaci roztworu lub proszku zwykle jest bez zapachu, jedynie preparaty zawierające octan mogą mieć zapach kwasu octowego. Roztwory charakteryzują się gorzkim smakiem, który w preparatach doustnych musi być maskowany przez odpowiednie substancje pomocnicze [2]. Chlorheksydyny chlorowodorek jest białym lub prawie białym krystalicznym proszkiem. Substancja dość trudno rozpuszcza się w wodzie i glikolu propylenowym, bardzo trudno w etanolu (96%) [4].

Zgodności i niezgodności chemiczne

Chlorheksydyna jako cząsteczka kationowa wykazuje zgodność chemiczną z innymi cząsteczkami kationowymi, np. IV-rzędo­wymi związkami amoniowymi (cetrymid, benzalkoniowy chlorek), w odpowiednich stężeniach. Obserwuje się jednak wiele niezgodności chemicznych CHX ze związkami niejonowymi: detergentami, z organicznymi anionami obecnymi w mydłach zawierających laurylosiarczan sodowy oraz z wieloma barwnikami używanymi w przemyśle farmaceutycznym [5]. Barwniki o charakterze anionowym mogą być stosowane w niskich stężeniach, np. karmoizyna (E 122) w stężeniu 0,0005% jest stosowana w celu identyfikacji roztworu, który pozostaje stabilny przez długi okres, natomiast w wyższym stężeniu – 0,05% ­nadaje preparatowi doskonałe właściwości barwiące, ale istnieje niebezpieczeństwo wystąpienia precypitacji, a okres trwałości roztworu wynosi jedynie około siedmiu dni. Chlorheksydyna niezgodna chemicznie jest z gumą arabską, alginianem sodowym, solą sodową karboksymetylocelulozy, tragakantą, solą sodową fluoresceiny, siarczanami miedzi i cynku, azotanem srebra, chloramfenikolem, penicyliną, sulfonamidami i kwasem borowym. Niezgodności te w dużym stopniu zależą od stężenia substancji, pH środowiska, obecności substancji pomocniczych, zwłaszcza buforujących, jak również od czasu przechowywania roztworów. Pirosiarczyn sodowy znosi działanie chlorheksydyny. Korki kauczukowe stosowane jako zamknięcie butelek unieczynniają chlorheksydynę, dlatego nie można ich stosować z tym związkiem [2, 5]. Ostatnie doniesienia Kaisera i wsp. zwracają uwagę na niekorzystne zjawisko redukcji przedłużonej aktywności chlorheksydyny glukonianu przez niektóre składniki alkoholowych preparatów do dezynfekcji rąk, takich jak: karbomer czy polimery akrylowe [6].

Trwałość

Wodne roztwory chlorheksydyny są stosunkowo odporne na działanie podwyższonej temperatury. Ogrzewanie do 100oC nie powoduje rozkładu, natomiast w wyższej temperaturze następuje intensywny rozkład substancji do 4-chloroaniliny. Chlorheksydyny glukonian w porównaniu z octanem jest bardziej podatny na rozkład w podwyższonej temperaturze. Podczas długotrwałego przechowywania pod wpływem światła i powietrza roztwór chlorheksydyny stopniowo ciemnieje. Wodne roztwory są najbardziej stabilne w zakresie pH 5–8. Przy wartościach pH powyżej 8 chlorheksydyny zasada ulega precypitacji, a w środowisku bardziej kwaśnym staje się mniej stabilna i zmniejsza się jej aktywność. Pod wpływem światła następuje zabarwienie roztworów z chlorheksydyną, sterylizowanych termicznie w pojemnikach z polietylenu lub polipropylenu. Podczas dłuższego przechowywania wodnych roztworów o stężeniu co najmniej 0,02% CHX, zawierających 0,9% chlorku sodowego, chlorheksydyna może się wytrącać [2, 5].

Aktywność chlorheksydyny jest zależna od wartości pH środowiska, a optymalny zakres wynosi 5,5–7,0 [2, 7, 8]. Ciekawe, że aktywność przeciwbakteryjna związku w przy­padku Staphylococcus aureus i Escherichia coli wzrasta wraz ze wzrostem pH, natomiast w stosunku do Pseudomonas aeruginosa aktywność ta wzrasta ze spadkiem pH [5].

Obserwuje się redukcję aktywności chlorheksydyny w obecności substancji organicznych, jednakże w porównaniu np. z jodoforami stwierdzono znacznie wyższą skuteczność działania chlorheksydyny w obecności krwi [2].

Mechanizm działania

Chlorheksydyna w stosunkowo niskich stężeniach wykazuje aktywność bakteriostatyczną, natomiast w wyższych stężeniach, różnych w zależności od gatunku drobnoustroju, działa biobójczo, i to podczas krótkiego kontaktu.

Można wyodrębnić następujące etapy działania [2, 8, 9,10]:

- szybkie przyciąganie kationowej cząsteczki chlorheksydyny do ujemnie naładowanej komórki bakteryjnej;

- specyficzna, silna adsorpcja do zawierających fosforany składników powierzchni komórki bakteryjnej;

- przeniknięcie przez ścianę komórkową, prawdopodobnie w wyniku biernej dyfuzji;

- przyciąganie w kierunku błony cytoplazmatycznej i uszkodzenie jej integralności;

- wypływ niskocząsteczkowych składników cytoplazmatycznych, takich jak jony potasu, i hamowanie aktywności pewnych enzymów związanych z błoną cytoplazmatyczną;

- precypitacja cytoplazmy przez tworzenie kompleksów z ufosforylowanymi związkami, takimi jak adenozynotrifosforan (ATP) i kwasy nukleinowe.

W obecności chlorheksydyny ujemny ładunek powierzchniowy komórki bakteryjnej jest szybko neutralizowany i odwracany, a wielkość dodatniego ładunku jest proporcjonalna do stężenia chlorheksydyny i osiąga stabilną równowagę w ciągu pięciu minut. Subletalne stężenie chlorheksydyny wywołuje strukturalne zmiany w błonie zewnętrznej bakterii Gram(–). Wypływ dwuwartościowych kationów, zwłaszcza wapniowych, jest obserwowany tuż przed lub w trakcie zachodzenia zmian w błonie zewnętrznej. Prawdopodobnie chlorheksydyna, wiążąc się z ujemnie naładowanymi miejscami peptydoglikanu, wypiera kationy metali obecne w ścianie komórkowej.

Ważnym miejscem związanym z biobójczą aktywnością chlorheksydyny jest błona cytoplazmatyczna drobnoustrojów. Powodem jej uszkodzenia jest wypływ niskocząsteczkowych składników (np. jonów potasu), prowadzący do skurczenia się lub plazmolizy protoplastu. Ten proces, zachodzący w środowisku subletalnego stężenia chlorheksydyny, prowadzi do utraty nawet 50% jonów potasowych; może on być odwracalny pod warunkiem usunięcia tego związku. W wyższych stężeniach CHX dochodzi do wypływu wysokocząsteczkowych składników – nukleotydów. Skutki działania stają się nieodwracalne przy utracie powyżej 15% nukleotydów. Stopień uszkodzenia błony komórkowej i wypływu składników cytoplazmatycznych wzrasta wraz ze stężeniem chlorheksydyny, po czym zmniejsza się i przy stężeniu 100–500 mg/L jest zahamowany z powodu precypitacji cytoplazmy [2, 7].

Oporność na chlorheksydynę

Znane jest zjawisko dość łatwego nabywania oporności drobnoustrojów na chlorheksydynę. Prowadzono badania nad powiązaniem obecności bakterii Gram(–) opornych na antybiotyki i środki dezynfekcyjne z zakażeniem dróg moczowych związanym z cewnikowaniem [11]. Okazało się, że częste stosowanie chlorheksydyny jako antyseptyku przed wprowadzeniem cewnika było skuteczne w stosunku do naturalnie bytujących na skórze bakterii Gram(+), a nieskuteczne wobec bakterii Gram(–): Providencia stuartii, Pseudomonas aeruginosa i Proteus mirabilis, które sukcesywnie kolonizowały dezynfekowane miejsca i były przyczyną infekcji dróg moczowych. Wartości najmniej­szego stężenia hamującego chlorheksydyny (MIC – minimal inhibitory concentration) dla większości tych szczepów mieściły się w granicach 200–800 mg/L, natomiast w wypadku referencyjnych szczepów bakterii Gram(–) wystarczyło 10–50 mg/L do zahamowania wzrostu. Szczepy oporne na chlorheksydynę okazały się również oporne na wiele leków przeciwbakteryjnych, dlatego stosowanie tego środka przed cewnikowaniem nie jest polecane. Jednakże doniesienia Chaibana i wsp. wskazują na skuteczność nowego antyseptyku zawierającego fiolet krystaliczny i chlorheksydynę – gendine (GND), który zastosowano do impregnacji tub wewnątrztchawiczych i cewników dróg moczowych [12]. Przeprowadzono badania aktywności przeciw­bakteryjnej w stosunku do szczepów metycylinoopornych Staphylococcus aureus (MRSA – methicillin-resistant Staphylococcus aureus), Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli i Candida parapsylosis, a także oceniono cytotoksyczność GND. Wyniki badań wskazywały na szeroki zakres aktywności przeciwdrobnoustrojowej nowego czynnika antyseptycznego i na jego przedłużoną trwałość. Okazało się również, że gendine cechuje wysoka skuteczność w hamowaniu adherencji drobnoustrojów zwykle powodujących szpitalne zapalenie płuc i zakażenia dróg moczowych. Ponadto preparat GND nie wykazywał właś­ciwości cytotoksycznych [12, 13]. Gaonkar i wsp. proponują inne korzystne połączenie chlorheksydyny z triklosanem do impregnacji silikonowych cewników, skutecznie zapobiegające kolonizacji typowymi uropatogenami, włącznie z wieloopornymi szczepami P. mirabilis [14].

Chlorheksydyna jako antyseptyk wykazuje porównywalną aktywność w stosunku do szczepów S. aureus wrażliwych na metycylinę (MSSA – methicillin susceptible Staphylococcus aureus) oraz do szczepów MRSA, i to zarówno izolatów niosących plazmidy oporności na genta­mycynę i NAB (nucleic acidbinding – substancje wiążące kwasy nu­kleinowe), jak i izolatów bez plazmidów [15, 16, 17]. Inne wyniki zawiera późniejsza praca Stefańskiej i wsp.; określono w niej poziom wrażliwości szczepów Staphylococcus aureus izolowanych od pacjentów hospitalizowanych i ze środowiska pozaszpitalnego [18]. Prawie wszystkie szczepy oporne na chlorheksydynę i inne badane środki antyseptyczne należące do grupy IV-rzędowych związków amoniowych (cetrymid, benzalkoniowy chlorek i benzetionowy chlorek) należały do grupy MRSA, wartości MIC CHX mieściły się w granicach 1–8 mg/L. Natomiast szczepy pochodzące ze środowiska pozaszpitalnego oraz szczepy szpitalne MSSA cha­rakteryzowały się wartościami MIC CHX 0,5–2 mg/L [18]. Za oporność na chlorheksydynę szczepów MRSA może być odpowiedzialny również plazmid (pSAJ1) zawierający geny oporności na szereg antybiotyków, takich jak: kanamycyna, gentamycyna, tobramycyna i amikacyna, a także chlorek benzalkoniowy, akryflawinę i bromek etydyny [19]. W przypadku szczepów enterokoków zarówno opornych (VRE – vancomycin resistance enterococci), jak i wrażliwych na wankomycynę stwierdzono porównywalną wrażliwość na chlorheksydynę [16, 20].

Koljalg i wsp. sugerują, że wartości MIC i/lub MBC (minimal bactericidal concentration) chlorheksydyny dla różnych szczepów klinicznych zwiększają się wraz ze wzrostem ich oporności na antybiotyki [21]. Bada­niami objęto szczepy należące do gatunków: Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Staphylococcus aureus (MSSA), Streptococcus pyogenes i Enterococcus faecalis. Zasadniczo bakterie niefermentujące tolerowały chlorheksydynę nawet w wysokich stężeniach, natomiast Gram(+) ziarenkowce, a zwłaszcza S. pyogenes, były najbardziej wrażliwe. Zaobserwowano jednak korelację między wrażliwością drobnoustrojów na antybiotyki a wrażliwością na chlorheksydynę. Oporność bakterii Gram(–) na takie antybiotyki, jak: cyprofloksacyna, imipenem, cefotaksym, ceftazydym, aztreonam i gentamycyna, towarzyszyła wzrostowi oporności również na chlorheksydynę. Obser­wacja ta może pomóc klinicystom w ocenie wrażliwości na chlo­rheksydynę klinicznych izolatów na podstawie rutynowo wykonywanych antybiogramów [21].

Spektrum działania

Bakterie

Chlorheksydyna silniej działa na bakterie Gram(+), słabiej na Gram(–) (wymagane są znacznie wyższe stężenia), różnorodnie działa na bakterie tlenowe i beztlenowe. Nie wykazuje aktywności bakteriobójczej w stosunku do prątków gruźlicy [2, 7, 9, 10, 16, 22, 23, 24].

Efekt depatogenizujący – chlorheksydyna w stężeniu subletalnym może powodować pewne zmiany lub uszkodzenia komórek bakteryjnych, czego konsekwencją jest redukcja zdolności drobnoustrojów, takich jak Escherichia coli czy Klebsiella aerogenes, do zainicjowania procesu chorobowego. Drobnoustroje pozostają żywe, lecz z obniżoną infekcyjnością. Badania laboratoryjne wykazały, że redukcja infekcyjności może wynosić nawet powyżej 90%. Podobnej skuteczności nie wykazują alkohole [2].

Spory

W stosunku do form przetrwalnikowych bakterii, czyli spor, chlorheksydyna działa jedynie w podwyższonej temperaturze. Wykazano wpływ temperatury na aktywność bójczą tego związku wobec spor Bacillus subtilis [2, 5, 7, 25]. Stosowano wodny roztwór chlorheksydyny glukonianu w temperaturze 20oC, 30oC i 37oC. W tych warunkach zaobser­wowano jedynie niewielki skutek nawet po 120 minutach ekspozycji. Jednakże w temperaturze 70oC chlorheksydyna re­dukowała liczbę spor o 5 log (tj. 99,999% redukcji) [2].

Podobnie jak IV-rzędowe związki amoniowe również chlorheksydyna hamuje tworzenie spor (sporulację), ale nie wpływa na ich kiełkowanie (germinację) [5, 7, 25]. W badaniach przeprowadzonych w jednym ze szpitali dziecięcych w celu opracowania programu higieny określono wartości MIC chlorheksydyny w stosunku do szczepów bakterii wyizolowanych od dzieci objętych epidemią, m.in.: Bacillus subtilis, Bacillus stearothermophilus, E. coli, S. aureus, Enterobacter cloacae, Serratia marcescens i Acinetobacter calcoaceticus. Wartości MIC zawierały się w bardzo szerokich granicach: od 63 aż do 10.000 mg/L. Jednym z wniosków przedstawionych w publikacji było stwierdzenie braku aktywności wobec kiełkujących spor [26].

Grzyby

Chlorheksydyna wykazuje działanie w stosunku do drożdży i dermatofitów [2, 3, 9, 10]. Ich wrażliwość zarówno na stężenia hamujące wzrost, jak i bójcze jest zbliżona do wrażliwości komórek wegetatywnych bakterii. W tabelach 2 i 3 zestawiono wartości MIC dla wybranych szczepów bakterii i grzybów.

Wirusy

Szybkiej inaktywacji ulegają wirusy lipofilne (np. wirus opryszczki, HIV, wirus grypy, wirus cytomegalii). Chlorheksydyna podobnie jak inne antyseptyki nie wykazuje znaczącej aktywności wirusobójczej także w stosunku do małych wirusów bezosłonkowych (enterowirusy, wirusy polio, wirusy brodawczaków) [16]. Wirus niedoboru odporności immunologicznej (HIV – human immunodeficiency virus), odpowiedzialny za nabyty zespół niedoboru od­porności immunologicznej (AIDS – acquired immunodeficiency syndrom), ma osłonkę lipidową, a zatem można się spodziewać, że będzie wrażliwy na chlorheksydynę. Skuteczność działania tego antyseptyku potwierdzono w badaniach z użyciem preparatu do mycia rąk za­wierającego 4% chlorheksydyny i preparatu zawierającego 0,5% chlorheksydyny i 70% alkoholu. Preparaty okazały się skuteczne w 100% już po 15 sekundach ekspozycji. Inne badania wykazały 80–100% aktywność roztworu chlorheksydyny o stężeniu 1 mg/ml (0,1%) [2]. W tabeli 4 podano wybrane dane dotyczące aktywności wirusobójczej.

Działania niepożądane

Chlorheksydyna charakteryzuje się niewielką szkodliwością i zasadniczo brakiem działania toksycznego. Najczęściej występującymi działaniami niepożądanymi jest kontaktowe zapalenie skóry, rzadko: nadwrażliwość i anafilaksja, fotodermatoza, astma jako choroba zawodowa,­ wysypka jako efekt interakcji z lekami, trwała utrata słuchu po kontakcie CHX z uchem wewnętrznym [2, 3, 16]. Chlorheksydyna stosowana przez długi czas w leczeniu stomatologicznym najczęściej powoduje przebarwienia zębów, języka, wypełnień z materiałów złożonych oraz szkło-jo­nomerowych, podrażnienia błony śluzowej i zaburzenia smaku, jednakże objawy te mają charakter przejściowy i ustępują po zakończeniu terapii [9, 10].

Obecnie jest dostępnych wiele informacji na temat chlorheksydyny oraz właściwości chemicznych i biologicznych jej soli. Chociaż związki chlorheksydyny są znane od ponad pół wieku, to nadal ze względu na skuteczność i zakres działania przeciwdrobnoustrojowego, przedłużoną aktywność bójczą, a także niewielką liczbę i zakres działań niepożądanych, związki te cieszą się dużym zainteresowaniem i nadal prowadzone są prace w celu opracowania nowych preparatów antyseptycznych zawierających CHX. Ze względu na prze­znaczenie tych preparatów, występuje duża ich różnorodność: są wśród nich produkty lecznicze, wyroby medyczne, produkty biobójcze i kosmetyki.

W drugiej części niniejszego opracowania, dotyczącej charakterystyki chlorheksydyny, jej właściwości i znaczenia w antyseptyce (będzie opublikowana w następnym numerze „Zakażeń”), zostaną przedsta­wione najczęściej stosowane, dostępne na naszym rynku preparaty zawierające chlorheksydynę, a także zalecenia dotyczące ich stosowania.

Piśmiennictwo:

1. Parnowska W.: Dezynfekcja i antyseptyka, [w:] Mikrobiologia farmaceutyczna, 1998, 72–90.

2. Denton G. W.: Chlorhexidine, [w:] Block S. S., Disinfection, Sterilization, and Preservation, 2001, 321–36.

3. Mohammadi Z.: Chlorhexidine gluconate, its properties and applications in endodontics, Iranian Endod J 2008, 1, 113–25.

4. Farmakopea Polska VIII, t. I, 2008, 1298–302.

5. Paulson D. S.: Chlorhexidine gluconate, [w:] Handbook of Topical Antimicrobials 2003, part II.6, 117–22.

6. Kaiser N., Klein D., Karanja P. i wsp.: Inactivation of chlorhexidine gluconate on skin by incompatible alcohol hand sanitizing gels, Am J Infect Control 2009, 37 (7), 569–73.

7. McDonnell G., Russell A. D.: Antiseptics and disinfectants: activity, action, and resistance, Clin Microbiol Rev 1999, 12, 147–79.

8. Stefańska J.: Substancje czynne środków dezynfekcyjnych – mechanizmy działania, oporność drobnoustrojów, Mikrobiologia Medycyna 2000, 22, 17–24.

9. Malicka B., Ziętek M., Grzebieluch W.: Zastosowanie chlorheksydyny w stomatologii, Dent Med Probl 2005, 42 (3), 497–505.

10. Urbańczyk-Elżbieciak M.: Zastosowanie chlorheksydyny w leczeniu endodontycznym, Mag Stomatol 2008, 6, 53–5.

11. Stickler D. J.: Susceptibility of antibiotic-resistant gram-negative bacteria to biocides: a perspective from the study of catheter biofilms, Symp Ser App Microbiol 2002, 931, 163–70.

12. Chaiban G., Hanna H., Dvorak T. i wsp.: A rapid method of impregnating endotracheal tubes and urine catheters with gendine: a novel antiseptic agent, J Antimicrob Chemother 2005, 55, 51–6.

13. Hachem R., Reitzel R., Borne A. i wsp.: Novel antiseptic urinary catheters for prevention of urinary tract infections: correlation of in vivo and in vitro test results, Antimicrob Agents Chemother 2009, 53 (12), 5145–9.

14. Gaonkar T. A., Caraos L., Modak S.: Efficacy of a silicone urinary catheter impregnated with chlorhexidine and triclosan against colonization with Proteus mirabilis and other uropathogens, Infect Control Hosp Epidemiol 2007, 28, 596–8.

15. Cookson B. D., Bolton M. C., Platt J. H.: Chlorhexidine resistance in methicillin-resistant Staphylococcus aureus or just an elevated MIC? An in vitro and in vivo assessment, Antimicrob Agents Chemiother 1991, 1997–2002.

16. Milstone A. M., Passaretti C. L., Perl T. M.: Chlorhexidine: expanding the armamentarium for infection control and prevention, Clin Infect Dis 2008, 46 (2), 274–81.

17. Wendt C, Schinke S., Wűrttemberger M., Oberdorfer K. i wsp.: Value of whole-body washing with chlorhexidine for the eradication of methi­cillin-resistant Staphylococcus aureus: randomized, placebo-controlled, double-blind clinical

trial, Infect Control Hosp Epidemiol 2007, 28 (9), 1036–43.

18. Stefańska J., Młynarczyk G., Młynarczyk A. i wsp.: Oporność szczepów Staphylococcus aureus na czwartorzędowe sole amoniowe i chlorheksydynę, Med Dośw Mikrobiol 2002, 54, 191–7.

19. Yamamoto T., Tamura Y., Yokota T.: Antiseptic and antibiotic resistance plasmid in Staphylococcus aureus that possesses ability to confer chlorhexidine and arcinol resistance, Antimicrobl Agents Chemother 1988, 932–5.

20. Vernon M. O.: Chlorhexidine gluconate to cleanse patients in a medical intensive care unit: the effectiveness of source control to reduce the bioburden of vancomycin-resistance enterococci, Arch Intern Med 2006, 166 (3), 306–12.

21. Koljalg S., Naaber P., Mikelsaar M.: Antibiotic resistance as an indicator of bacterial chlorhexidine susceptibility, J Hosp Infect 2002, 51, 106–13.

22. Ahren C., Karlsson L., Larsson L. i wsp.: Long-term follow-up of MRSA carriage in previously positive patients and their family members, J Hosp Inf 2006, 64 (Supp 1), S27.

23. Darouiche R. O., Wall M. J. Jr, Itani K. M. i wsp.: Chlorhexidine-alcohol versus povidone-iodine for surgical-site antisepsis, N Engl J Med 2010, 362 (1), 18–26.

24. Scannapieco F. A., Raghavendram K, Vacanti A. i wsp.: A randomized trial of chlorhexidine gluconate on oral bacterial pathogens in mechanically ventilated patients, Crit Care 2009, 13 (4), R117.

25. Rusell A. D.: Bacterial spores and chemical sporicidal agents, Clin Microbiol Rev 1990, 99–119.

26. Penna T. C., Mazzola P. G., Silva Martins A. M.: The efficacy of chemical agents In clearing and disinfection programs, BMC Infect Dis 2001, 1, 16.